*Méthode capture Hétéroptères aquatiques

[Coconoel]

Bonjour,

Je suis actuellement en train d'effectuer ma dernière année de Bachelor et à cette occasion je dois réaliser un travail de recherche clôturant ma formation.

J'ai choisi de travailler sur (suspense) les Hétéroptères aquatiques en collaboration avec la Grande cariçaie (un ensemble de réserves naturelles situées sur les bords du lac de Neuchâtel en Suisse). Sans rentrer dans les détails, je vais capturer des individus sur différents sites et je suis actuellement en train de réaliser des protocoles de capture. J'ai bien sur une partie de capture avec un filet et recherche visuelle en journée... mais, et c'est là que peut-être l'expérience de terrain de certains forumeurs pourrait m'être très instructive, je me demandais si cela valait le coup de mettre en place une autre méthode alternative.

J'ai parcouru déjà beaucoup de références bibliographiques et je me demandais si il serait pertinent de mettre en place un protocole :

- de capture à la lumière (drap) et/ou
- de chasse à vue nocturne

Est-ce que ces méthodes, comme par exemple chez les Aradidae, permettent de détecter des espèces par ailleurs difficiles à collecter ? Sachant que je ne pense pas passer plus d'une nuit de capture par site, l'abondance des captures en Hétéroptères à la lampe en zone (très) favorable ou le nombre de captures en cherchant à la frontale peut-elle être intéressante selon vous ? Ou c'est plus une perte de temps ?

N'ayant jamais expérimenté, j'ai du mal à me faire une idée de combien d'individus pourraient venir à la lampe en une nuit ou si il est facile de détecter/capturer des espèces en chasse à vue la nuit.
Je reprécise que je parle bien d'Hétéroptères aquatiques

Belle journée à vous,

[Cymatia]

Pour la capture des Hétéroptères aquatiques, les méthodes utilisées pour les coléos vivant dans ces milieux sont en partie les mêmes :
- Filet troubleau (pour toutes les espèces).
- Passoire, notamment pour les Micronectinae.
- Piège aquatique sans source lumineuse (type amphicapt utilisé pour le suivi des amphibiens)
- Piège lumineux aquatique (type amphicapt mais dans lequel on dépose une source lumineuse).
- Chasse à vue.
- Piège lumineux ("au drap") des lépidoptéristes. Cette méthode peut s'avérer très efficace en période d'étiage quand les populations sont denses et que les adultes volants recherchent des points d'eau de substitution (phénomène de l'essaimage). Plusieurs centaines d'individus peuvent alors être attirées. Mais cela ne concerne essentiellement que certaines espèces de Corixidae. Toutefois, c'est une méthode qui permet la capture de formes macroptères rares comme chez Aphelocheirus aestivalis et confirmer l'aptitude au vol d'autres comme Ranatra linearis ou Nepa cinerea.
Juste un rappel réglementaire pour la France : les pièges aquatiques permettent également la capture d'amphibiens, de reptiles et de la musaraigne aquatique qui, pour celles qui nous concernent, sont des espèces protégées. Cela nécessite donc une autorisation de capture et de perturbation intentionnelle d'espèces protégées. Cela vaut également pour la recherche de nuit avec une source lumineuse et, si l'on veut être complet, pour utiliser le filet troubleau ;). Enfin, pour ces piégeages dans le milieu aquatique, il faut prévoir un dispositif qui permet aux individus piégés de venir en surface pour renouveler leur provision d'air.
Voilà rapidement cet aspect des choses.

[Coconoel]

Magnifique, merci pour ces apports très précieux !

[Fraf]

Un truc qui va t'intéresser : j'ai un GROS biais d'inventaire sur les aquatiques dans mon inventaire du Paillon, sur lequel je sais qu'il va falloir que je me penche tôt ou tard (sur 82 taxons observés, 4 sont des aquatiques, dans 4 familles différentes, ce qui, pour un cours d'eau, est quand même pas énorme...)

Je suis actuellement en train de réinstaller mes Barber, chose que je fais habituellement au début du printemps, après les crues, sans rien prendre, ou presque, histoire qu'ils soient en place durant l'été quand il sera impossible de creuser...
J'ai eu envie de tester la boue d'une vasière, dans une aulnaie ; hier, en vérifiant que les pièges n'avaient pas bougé, j'ai eu la très grosse surprise d'y trouver mes tout premiers Velia pour le site, quatre individus que je vous soumettrai probablement bientôt, accompagnés de trois hydromètres, que j'avais déjà. Et, effectivement, je me suis souvenu que ces lucifuges pouvaient souvent être aperçus même au sol, parcourant la vase très humide, et qu'en les piégeant au sol, on avait de bonnes chances d'en capturer la nuit... Une piste à creuser ?

Pas simple à échantillonner, ça concerne souvent des zones peu accessibles et, de plus, qui sont très sujettes aux variations du niveau de l'eau - raison essentiellement pour laquelle j'utilise des Barber "à sec", car une fois sur deux je retrouve leur contenu noyé et répandu dans le sol. Je vais essayer de tester dans des roselières, peut-être pas aujourd'hui, vu l'épisode d'orage qu'on annonce, je vais attendre qu'il passe, mais ça peut être intéressant...

Une question : comment conservez-vous vos Veliiidae, et Gerridae, et quel liquide recommanderiez-vous pour réhydrater des spécimens qui ont bien séché pendant deux nuits ?

Question subsidiaire : du côté des non-aquatiques, mais hygrophiles stricts (Artheneidae, Cymidae...), je suis carrément à 0, ce qui est très improbable au vu de la génération avoisinante (j'ai des massettes, des laîches, des scirpes, des roseaux, en gros tout à part des joncs...), et je veux bien m'attendre à un nombre restreint, mais 0, je me dis que j'ai manqué quelque chose quand même. Tiens-moi au courant des résultats et des méthodes sur ces groupes-là, ça m'intéresse, que je corrige un peu le protocole...

[Cymatia]

Une question : comment conservez-vous vos Veliiidae, et Gerridae, et quel liquide recommanderiez-vous pour réhydrater des spécimens qui ont bien séché pendant deux nuits ?

Je conserve les individus de ces deux familles à sec. Les Velia sont collées sur paillettes bristol et les Gerridae sont piqués.
Pour la réhydratation, je les plonge deux-trois jours (teste la souplesse) dans un mélange 50/50 de vinaigre de ménage et d'alcool du même nom (en grande surface et cela ne coûte pas cher). Ce mélange me permet également de les stocker plusieurs mois sans problème tout en conservant leur souplesse permettant leur dissection. J'utilise cette méthode de conservation/réhydratation pour tous les Hétéroptères Gerromorpha et Nepomorpha, ainsi que pour les coléoptères et cela ne m'a jamais poser de difficulté.

[Coconoel]

on avait de bonnes chances d'en capturer la nuit... Une piste à creuser

Franchement oui c'est plutôt intéressant d'autant que facile à mettre en place, bon après faut le(s) retrouver dans la roselière

Tiens-moi au courant des résultats et des méthodes sur ces groupes-là, ça m'intéresse, que je corrige un peu le protocole...

Sans souci ! Ma partie terrain se déroule au mois de Juin/Juillet

comment conservez-vous vos Veliiidae, et Gerridae, et quel liquide recommanderiez-vous pour réhydrater des spécimens qui ont bien séché pendant deux nuits ?

Perso je colle les 2 sur paillette translucide par souci d' homogénéité et je n'ai jamais eu l'occasion/le besoin de réhydrater ces familles car en général je prépare directement mes échantillons.

Merci pour les précieux apports !

[Fraf]

Merci !

Après un premier coup d’œil, elles sont en fait en bien meilleur état que je ne pensais. Pour l’instant, j’ai suivi Poisson (le seul que j’avais sous la main), qui recommande l’éthanol concentré pour la conservation des aquatiques, comme les Hydrometra que j’avais déjà, et l’« éthanol dilué » pour réhydrater, sans précision. Je conserve habituellement les hydromètres au 90, j’ai donc mis le tout dans le 70, provisoirement, puisque j’en avais sous la main, histoire de limiter ce que je pensais déjà être de gros dégâts.
J’ai deux et deux , tous aptères, et ce que je prenais pour un artefact dû à la dessication est en fait le connexivum naturellement très fortement rabattu sur le dos des femelles. Je vais rapidement tester la méthode de Jean-François, et effectivement, c’est beaucoup plus costaud que je ne pensais, donc le collage sur paillettes m’apparaît tout à fait approprié, et je vais ramollir simplement le temps de repositionner les appendices.

Je vais tester les Barber dans deux types de milieux très boueux (roselière, aulnaie), dès que le temps le permettra, et je te dirai si cela donne quelque chose. Dans mon cas, la très forte pollution lumineuse me fait douter de l’efficacité des pièges lumineux, même si je parviens à me libérer quelques nuits. Et surtout que je ne prendrai pas les aptères de cette façon…

[Fraf]

Après les pluies d'hier, j'ai voulu vérifier les pièges déjà posés pour vérifier que tout était bien en place ; on dirait que j'ai bien fait !
Juste pour avoir un aperçu de ce que peut livrer le Barber dans ce type de biotope :


Fabien Piednoir : France : Nice : 06000 : 31/03/2022
Altitude : 17 m - Taille : 19 mm
Réf. : 299909

Le même piège qui a déjà donné V. caprai et H. stagnorum la semaine dernière.

J'ai deux autres sites en vue, mais avec les précipitations annoncées, c'est trop sujet aux variations de niveau, je ne vais pas m'embêter à creuser pour rien. J'attendrai la semaine prochaine.

[Coconoel]

joli ! C'est top de voir les résultats. Je n'aurais jamais pensé les Velia capables de se promener comme ça avec leur petites pattes

[avignon]

Perso, je n'utilise pas l'alcool (à 90) ni à 70 (même avec quelques gouttes de glycérine) car -c'est bien connu des alcooliques- ça déshydrate.
(bon, je sais, les arachnophiles conservent leurs betes en alcool et ça reste souple, bon mais c'est pas des insectes!!)
Certes, si l'on n'a rien d'autre sous la main, c'est pratique (un très mauvais alcool local fait l'affaire)
La conservation à sec est la plus commode et pour la réhydratation, quelques heures (ou une nuit) en chambre humide c'est pas mal, non plus!
La méthode de Jean-François, permet, en outre, la conservation au long cours. C'est intéressant aussi.
A+